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Imagerie cellulaire

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Présentation

La plate-forme technique et de recherche en biologie cellulaire et imagerie de l’UMS-IPSIT est installée depuis novembre 2000  sur le site de la Faculté de Pharmacie de l'Université Paris-Sud. Cette plate-forme, ouverte à toute équipe de recherche, a pour principale mission de proposer une expertise et un accès à des outils technologiques performants dans le domaine de la microscopie photonique et l’analyse d’images. La visualisation de la localisation de molécules d’intérêt ou le suivi de processus dynamiques dans les trois dimensions de l’espace au niveau tissulaire, cellulaire ou subcellulaire est une approche méthodologique supplémentaire dans la compréhension des pathologies humaines.

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Équipements

La plate-forme d’imagerie cellulaire MIPSIT met à la disposition de ses utilisateurs deux microscopes photoniques de haute résolution, un de super-résolution de type gated-STED (Stimulated Emission Depletion) et plusieurs postes de traitement et d’analyse de l’image.

MICROSCOPE CONFOCAL  TCS SP8 – gated STED Leica

  • Microscope inversé DMI 6000 avec platine super Z-galvo
  • Détection spectrale
  • Lasers / Excitation

- Diode Laser 405 nm

- Blanc pulsé WLL (excitation possible de 470 à 670 nm)

- Laser de déplétion 592 nm pour la super-résolution (gated-STED) + Avec un Détecteur Hybride GaAaP

  • Objectifs

- HC PL Fluotar 10x/0.30 Sec,

- HC PL APO 20x/0.75   IMM CORR CS2  Huile,

- HCX PL APO 100x/1.40 STED Huile,

  • Logiciel d'acquisition

- LAS AF + Logiciel de déconvolution pour les images STED (Huygens)

- Possibilité de télécharger gratuitement le LAS AF Lite :

http://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/life-sciences/las-af advanced-fluorescence/

 

  • Matériels complémentaires disponibles :

- Chambres Attofluor cell chamber (Molecular Probes-Invitrogen)

- Mini-Poc chamber

- Incubateur à CO2 (NAPCO Model 5410)

 

MICROSCOPE CONFOCAL LSM 510 ZEISS® - META

  • Microscope inversé (Axiovert 100 M) avec platine motorisée xy.
  • Trois canaux de détection de la fluorescence dont un détecteur spectral META (8 canaux).
  • Lasers :

    - Argon multi-raies (458 / 488 / 514 nm) 30 mW.

    - Hélium-néon 543 nm de 1mW.

    - Hélium-néon 633 nm de 5 mW.

  • Objectifs :

    - Plan-Néofluar 10X / 0.30 Sec.

    - Plan-Apochromat 20X / 0.75 Sec.

    - C-Apochromat 40X / 1.20 Eau.

    - Plan-Apochromat 63X / 1.40 Huile.

    - Plan-Apochromat 100X/ 1.40 Huile.

    - Système de contraste interférentiel différentiel (DIC) ou Nomarski sur tous les objectifs excepté le 10X.

  • Logiciel d'acquisition :

    - LSM 510 version 3.2.

    - Possibilité de télécharger gratuitement le LSM Image Browser : http://www.zeiss.de/ImageBrowser

  • Matériels complémentaires :

    - Pour les études de processus dynamiques, nous disposons d’une platine chauffante (insert P).

    - Chambre Attofluor cell chamber (Molecular Probes-Invitrogen).

    - Mini-Poc chamber.

    - Incubateur à CO2 (NAPCO Model 5410).

    - Système de micro-injection Eppendorf (Transjector 5246).

    - Système de perfusion 8 canaux (Harvard Apparatus –Warner inst.).

 

VIDEOMICROSCOPE AXIO-OBSERVER Z1 – COLIBRI® – TIRF 3

  • Système d’illumination :

    - COLIBRI : LED 365 nm, LED 470 nm, LED 590 nm.

    - Diodes laser (TIRF) : 488 nm (100mW), 561 nm (40mW).

  • Blocs filtres :

    - Jeu de filtres 49 DAPI : EX G 365, BS FT 395, EM BP 445/50 nm.

    - Jeu de filtres 44 FITC : EX BP 475/40, BS FT 500, EM BP 530/50 nm (BP 505-555) nm.

    - Jeu de filtres 43 Rhod : EX BP 550/25, BS FT 570, EM BP 605/70 nm (BP 570-640) nm.

    - Jeu de filtres 61 HE GFP+HcRed : EM DBP 527/54 + 645/60 nm.

    - Jeu de filtres 74 HE GFP+mRFP : EX DBP 480/30+565/25; BS DFT 505+583 ; EM DBP 525/31+616/57 nm.

  • Objectifs :

    - 10X / 0,25 Achroplan dt= 4,8 mm SEC.

    - 20X / 0,80 Plan-Apochromat dt = 0,55 mm SEC.

    - 63X / 1,40 Plan-Apochromat dt= 0,19 mm HUILE.

    - alpha 100X / 1.46 Plan-Apochromat HUILE pour TIRF.

    - DIC (contraste interférentiel différentiel) avec l’objectif 63X uniquement.

  • Caméras numériques :

    - CoolSnap HQ2 : Photometrics, 1392 X 1040 pixels, taille du pixel : 6.45 X 6.45 µm, 14 bits.

    - AxioCam HSm Zeiss® : Sony CCD, 660 X 494 pixels, taille du pixel: 9.9 X 9.9 µm, 12 bits.

  • Platine motorisée XY, Z piézo (ASI)
  • Dispositif d’incubation :

    - Incubateur XL S1 RED

    - Insertion de chauffage P S1

    - Unité chauffante XL S1

    - Module TempModul S1

    - Module régulateur de CO2 S1

  • Logiciel d’acquisition :

    - AxioVision® v 4.8 avec les modules suivants :

    - Acquisitions Multicouleur, Z-stack, Time lapse, MosaiX, Mark and Find.

 

POSTES DE TRAITEMENT ET D’ANALYSE D’IMAGES

  • LSM 510 v 3.2 et AxioVision v 4.8 off line.
  • Logiciel de déconvolution : Autoquant X® ( Autodeblur, Autovisualize) www.aqi.com/.
  • Image J®.
  • Imaris 7.8 ( Imaris Measurement Pro + Imaris Track + Colocalization 3D) http://www.bitplane.com.

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Personnel

Pr. Christian POUS
Référent scientifique

Valérie NICOLAS
Ingénieur de recherche Inserm
Responsable technique

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Prestations

Projets scientifiques :

La mise à disposition des appareils n’est disponible que dans le cadre d’un projet de recherche scientifique. La réalisation et la mise en place d’un projet scientifique se font après discussion avec le responsable technique et le responsable scientifique. Le responsable technique forme alors un étudiant (à partir de master 2), un technicien, un ingénieur ou un chercheur de l’équipe supportant le projet à l’utilisation des microscopes confocaux et/ou du vidéomicroscope. Pour la mise en place de projets scientifiques, merci de nous contacter. Pour la mise en place de projets scientifiques, merci de nous contacter et de remplir la fiche projet.

Conditions d'accès :

Les conditions d'accès à la plateforme d’imagerie cellulaire sont décrites dans la charte des utilisateurs.

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Publications

1- Squalenoyl adenosine nanoparticles provide neuroprotection after stroke and spinal cord injury.

Gaudin A, Yemisci M, Eroglu H, Lepetre-Mouelhi S, Turkoglu OF, Dönmez-Demir B, Caban S, Sargon MF, Garcia-Argote S, Pieters G, Loreau O, Rousseau B, Tagit O, Hildebrandt N, Dantec YL, Mougin J, Valetti S, Chacun H, Nicolas V, Desmaële D, Andrieux K, Capan Y, Dalkara T, Couvreur P.

Nat Nanotechnol. 2015 Jan 6; 10(1):99

 

2- Antisecretory peptide AF-16 inhibits the Sat toxin-stimulated transcellular and paracellular passages of fluid in cultured human enterocyte-like cells

Valérie Nicolas, and Vanessa Liévin-Le Moal.

Infection and Immunity. 2015 Mar; 83(3):907-22

 

3- Autophagy modulates cell migration and ?1 integrin membrane recycling.

Véronique Tuloup-Minguez, Ahmed Hamaï, Anne Greffard, Valérie Nicolas, Patrice Codogno, and Joëlle Botti.

Cell Cycle 12:20, 3317–3328; October 15, 2013

 

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Tarifs

Nous contacter.

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Localisation et Contacts

Plateforme d’Imagerie Cellulaire MIPSIT
Faculté de Pharmacie
5, rue Jean-Baptiste Clément
Tour E1, Rez de chaussée haut, Porte EH 50
92 296 CHATENAY MALABRY
Tel : 01 46 83 59 55


Plan d'accès

Référent scientifique Christian POUS 01 46 83 54 77 e-mail
Responsable technique Valérie NICOLAS  01 46 83 59 55  e-mail


 

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Partenaires

IPSIT - Faculté de Pharmacie
Tél. : 01 46 83 58 27
5, Rue J.B. Clément
92296 CHATENAY-MALABRY